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伯樂電穿孔儀 165-2661 是一種高精度脈沖電轉化儀器，廣泛應用于基因導入、細胞轉染、蛋白質遞送及藥物電穿孔等生物實驗。
其原理是利用高壓脈沖瞬間改變細胞膜電位，使膜產生可逆微孔，從而使外源分子（如 DNA、RNA、蛋白質或小分子藥物）進入細胞內部。
為保證實驗成功率與數據可重復性，必須嚴格遵守標準實驗方法與參數設定。
本章節系統介紹 165-2661 型電穿孔儀的完整實驗流程，涵蓋前期準備、運行操作、樣品恢復、數據記錄與結果分析。
電穿孔實驗主要包括四個階段：
樣品準備階段：制備細胞與外源分子混合液，調整電導率。
電擊階段：在儀器中施加短暫高壓脈沖，使細胞膜瞬時穿孔。
恢復階段：電擊后細胞膜修復并保留外源分子。
驗證階段：檢測基因導入效率或表達結果。
伯樂 165-2661 通過高精度電壓、電容與波形控制模塊，實現能量穩定釋放與最小化熱效應，確保細胞生存率與轉化效率的平衡。
室溫控制在 20–25℃；
相對濕度 30–60%；
工作臺保持干燥、無振動、無強電磁干擾；
電源電壓穩定（220V ±10%），接地電阻 ≤1 Ω；
實驗區應避免強光直射與空氣流動。
在運行實驗前，需完成以下檢查步驟：
主機外觀檢查：確認外殼無裂痕、按鍵正常；
ShockPod 檢查：電擊槽干燥、無水跡或殘留液體；
電擊杯檢查：電極無氧化、無裂紋；
風扇與通風口：確保通暢；
電源線：接地牢固無損；
自檢程序：開機后儀器顯示“READY”表示狀態正常。
選取健康、處于對數生長期的細胞；
細胞濃度建議為：
細菌：1×10? cells/mL；
酵母：1×10? cells/mL；
哺乳動物細胞：1×10?–1×10? cells/mL。
電穿孔緩沖液應為低離子溶液，以減少電弧風險。
推薦配方：
1 mM HEPES，pH 7.2；
或無離子 PBS 稀釋液。
禁止使用：含鹽培養基或高離子強度溶液（如 LB、DMEM）。
DNA 或 RNA 需純度高、無蛋白污染；
建議使用無鹽濃縮液（如乙醇沉淀后復溶于純水）；
蛋白或藥物分子應預冷保存并避光。
在無菌條件下，將細胞與外源分子按比例混合：
| 樣品類型 | DNA 加入量 | 總體積 |
|---|---|---|
| 細菌 | 1–10 ng | 0.05–0.1 mL |
| 酵母 | 100 ng | 0.1 mL |
| 哺乳動物細胞 | 1–2 μg | 0.4 mL |
| 植物原生質體 | 5–10 μg | 0.5 mL |
輕輕混勻后放置冰上 5 分鐘。
選擇與樣品體積匹配的電擊杯（0.1、0.2、0.4 cm）；
使用無水乙醇消毒電擊杯并用無離子水沖洗；
將 80% 容積的樣品加入電擊杯中（避免溢出）；
輕敲杯壁以排除氣泡。
進入設置菜單：按“MENU”；
設置電壓 (V)：根據細胞類型輸入，如 2000 V（細菌）；
設置電容 (μF)：25–500 μF 之間；
設置電阻 (Ω)：200–600 Ω；
選擇波形：指數衰減波（Exponential）或方波（Square）；
設置脈沖次數：1–3 次；
保存方案：按“SAVE”鍵保存參數組。
典型參數參考：
| 樣品類型 | 電壓 (V) | 電容 (μF) | 波形 | τ (ms) |
|---|---|---|---|---|
| E. coli DH5α | 2000 | 25 | 指數波 | 5.0 |
| 酵母 | 1400 | 500 | 指數波 | 6.5 |
| CHO 細胞 | 550 | 500 | 方波 | 6.8 |
| HEK293 | 600 | 800 | 方波 | 7.0 |
| 植物原生質體 | 650 | 1000 | 方波 | 8.5 |
將電擊杯放入 ShockPod；
關閉蓋鎖，屏幕顯示“LID CLOSED”；
按“PULSE”鍵進入充電狀態；
屏幕提示“READY TO PULSE”后按“ENTER”；
放電完成后顯示電壓、時間常數與能量輸出；
屏幕出現“COMPLETE”提示音后再開蓋。
放電后立即將樣品轉入復蘇培養基中，促進細胞修復。
| 樣品類型 | 復蘇條件 | 時間 |
|---|---|---|
| 細菌 | 37℃，LB 無抗培養 | 30 分鐘 |
| 酵母 | 30℃，YPD 培養 | 60 分鐘 |
| 哺乳動物細胞 | 37℃，CO? 培養 | 1–2 小時 |
| 植物原生質體 | 25℃，光照培養 | 2 小時 |
修復完成后進行轉化篩選或表達檢測。
伯樂 165-2661 會自動記錄實驗參數與輸出結果，方便用戶分析與比較。
實際電壓 (Vout)；
時間常數 (τ)；
樣品電阻 (Ω)；
能量釋放比 (%)；
放電波形。
插入 USB 設備；
選擇菜單“Data Export”；
選擇文件格式（CSV 或 TXT）；
可用于后續統計分析或報告。
| 日期 | 樣品 | 電壓 | 電容 | 波形 | τ(ms) | 結果 | 備注 |
|---|---|---|---|---|---|---|---|
| 2025-10-25 | E. coli | 2000 | 25 | 指數波 | 5.1 | 成功 | 高轉化率 |
| 2025-10-26 | CHO 細胞 | 600 | 500 | 方波 | 6.8 | 良好 | 細胞活性高 |
所有操作需在無菌條件下進行，防止污染；
放電前確認蓋鎖閉合；
不得使用高鹽緩沖液；
樣品中不得有氣泡；
每次放電后等待 10 秒再進行下一次；
放電結束后靜置 5 秒再取樣；
使用結束后清潔 ShockPod 與電擊杯；
實驗區保持干燥、無液體殘留。
時間常數穩定性：重復實驗中波動 <±0.1 ms；
電壓輸出誤差：≤ ±2%；
波形平滑度：無電弧或尖峰。
轉化效率（細菌）：≥10? CFU/μg DNA；
轉染率（真核細胞）：≥70%；
細胞存活率：≥80%；
無明顯細胞裂解或變形。
電場強度優化
根據細胞類型調整電壓與間隙；
電場強度過低會降低導入率，過高則造成電弧。
緩沖液電導率優化
降低離子濃度可提高時間常數穩定性。
多脈沖模式
對敏感細胞采用 2–3 次低電壓脈沖，可提高生存率。
溫度控制
樣品與電擊杯預冷能降低熱損傷。
時間常數調節
保持在 4–8 ms 范圍通常為最佳效果。
數據追蹤分析
對比不同參數組的導入效率曲線，建立最優模型。
| 現象 | 可能原因 | 解決方法 |
|---|---|---|
| 電弧閃光 | 樣品含鹽或氣泡 | 使用低鹽 buffer、去氣泡 |
| 電壓偏低 | 電源波動 | 使用穩壓器 |
| 時間常數過短 | 樣品導電性強 | 稀釋樣品或更換 buffer |
| 樣品過熱 | 連續放電或體積過小 | 延長間隔、增大體積 |
| 存活率低 | 電壓過高 | 降低電壓或使用方波模式 |
| 波形不穩定 | 電極污染 | 清洗 ShockPod |
操作者應佩戴絕緣手套；
禁止在運行中觸摸儀器；
放電時保持安全距離；
電擊槽周圍禁止放置液體；
發現異常（閃光、氣味、煙霧）立即斷電；
定期校準電壓模塊。
關機與放電：實驗結束后關閉主機并等待 10 秒放電完成；
清潔儀器：用無水乙醇擦拭 ShockPod 與外殼；
電擊杯清洗：用去離子水沖洗 3 次并晾干；
風扇除塵：每周清理通風口；
防塵存放：加蓋防塵罩，避免潮濕。
| 檢查項目 | 周期 | 合格標準 |
|---|---|---|
| 電壓輸出 | 每月 | 誤差 ≤ ±2% |
| 時間常數 | 每季度 | 波動 ≤ ±0.05 ms |
| 蓋鎖系統 | 每次 | 功能正常 |
| 電擊杯電極 | 每周 | 無氧化或污垢 |
| 散熱系統 | 每月 | 溫升 <10℃ |
條件：0.2 cm 杯、2000 V、25 μF、指數波。
結果：時間常數 4.9 ms，轉化效率 8×10? CFU/μg DNA，存活率 85%。
條件：0.4 cm 杯、550 V、500 μF、方波、3 脈沖。
結果：表達陽性率 78%，細胞活性 83%。
這些實例表明，165-2661 在多種生物體系中均表現出穩定、高效的導入性能。
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