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伯樂電穿孔儀 165-2660 是一款高精度的基因導入設備，能夠在極短時間內釋放高壓脈沖，使細胞膜產生瞬時可逆性微孔，從而實現外源 DNA、RNA 或蛋白質分子的進入。
電擊條件是決定實驗成功率的關鍵因素，它直接影響細胞膜通透性、導入效率和存活率。
科學合理地設定電擊條件，需要綜合考慮電壓、電場強度、脈沖時間、脈沖次數、電擊杯間隙、樣品電阻、緩沖液成分等多項參數。
本章將對伯樂電穿孔儀 165-2660 的電擊條件進行系統說明，并結合不同細胞類型提供詳細的參數建議與優化方案。
“電擊條件”是指在電穿孔實驗中，伯樂電穿孔儀所施加的電場參數與實驗物理環境的綜合組合。
它包含以下關鍵要素：
電壓（Voltage, V）：控制電場強度，是決定膜孔形成的主要驅動力。
電擊杯間隙（Cuvette Gap, cm）：電極之間的距離，影響電場分布與電流密度。
電場強度（Electric Field Strength, kV/cm）：由電壓與間隙決定的實際電場強度。
電容與電阻：決定能量釋放速率及波形衰減方式。
脈沖時間與次數：決定電場作用時間與累積能量。
波形類型：指數衰減波或方波，影響電場的時間分布特性。
樣品導電性與體積：由緩沖液成分與細胞濃度決定。
合理配置這些參數，能夠在不破壞細胞活性的前提下實現高效分子導入。
當高壓脈沖作用于細胞懸液時，細胞膜兩側形成瞬間電位差。當該電位差超過膜介電強度時，膜表面出現納米級孔洞。
電場強度計算公式：
E=VdE = \frac{V}1d5nn5jE=dV
其中：
E 為電場強度（kV/cm）
V 為電壓（V）
d 為電極間距（cm）
電場強度過低則無法形成足夠數量的微孔，導入率低；
過高則造成膜永久性破裂，細胞死亡率增加。
是決定穿孔成功的關鍵因素。
不同細胞類型耐受電壓不同，細胞體積越大，所需電壓越低。
| 細胞類型 | 推薦電壓范圍 |
|---|---|
| 細菌 | 1800–2500 V |
| 酵母 | 1000–1500 V |
| 植物原生質體 | 400–800 V |
| 哺乳動物細胞 | 200–800 V |
電壓應根據電擊杯間隙比例調整，以維持適當電場強度。
是反映電壓與電擊杯間隙關系的核心指標。
| 電場強度 | 實驗效果 |
|---|---|
| < 0.5 kV/cm | 穿孔不足，導入率低 |
| 0.5–2.0 kV/cm | 適宜多數真核細胞 |
| 2.0–5.0 kV/cm | 適合原核細胞 |
| > 5.0 kV/cm | 容易導致電弧與細胞死亡 |
一般細菌使用 10–12.5 kV/cm 的電場強度，酵母為 6–8 kV/cm，哺乳動物細胞為 1–3 kV/cm。
常見規格包括 0.1 cm、0.2 cm 和 0.4 cm 三種。
0.1 cm 適用于高電場的小體積細胞（如細菌）；
0.2 cm 常用于酵母與部分真核細胞；
0.4 cm 適用于大型哺乳動物細胞或原生質體。
間隙過小會導致電場集中、放電不均；過大則能量分散，穿孔效率下降。
電容決定放電持續時間與波形衰減速度。
伯樂電穿孔儀 165-2660 的可調電容范圍為 25–3275 μF。
低電容（25–125 μF）：釋放快，適合短時間高壓脈沖；
中等電容（200–500 μF）：能量釋放均衡，常用于酵母與原生質體；
高電容（>1000 μF）：釋放緩慢，適合哺乳動物細胞長脈沖模式。
電容越大，時間常數越長，細胞受熱量也增加，因此需平衡導入效率與熱損傷。
控制放電速度和波形平滑度。
低電阻：放電迅速，波形陡峭；
高電阻或無窮大（開路）：波形平緩。
伯樂電穿孔儀支持 50–1000 Ω 或 ∞ 模式，可根據樣品電導率靈活設定。
在指數衰減波中，時間常數 τ 代表電壓衰減至初始值 37% 所需的時間。
τ 與電容、電阻成正比：
τ=R×Cτ = R × Cτ=R×C
典型范圍為 4–7 ms（細菌）、6–9 ms（酵母）或 2–5 ms（哺乳動物細胞）。
時間常數過短穿孔不充分，過長則細胞受熱損傷。
在方波模式下，伯樂電穿孔儀可設置單次脈沖時間（0.05–10 ms）及脈沖次數（1–10 次）。
多脈沖模式常用于哺乳動物細胞，能在溫和條件下多次刺激膜通透性，提高導入率。
然而脈沖間隔過短可能導致膜修復不完全，增加死亡率。
165-2660 支持兩種主要波形：
指數衰減波（Exponential Decay）：放電迅速，電壓逐步衰減，適用于細菌與酵母。
方波（Square Wave）：電壓恒定，能量分布均勻，適用于真核細胞。
波形選擇與細胞類型密切相關，是實驗設計的重要決策點。
緩沖液的離子強度直接影響樣品電阻與能量釋放速度。
高鹽緩沖液易造成電弧；
低鹽或專用電穿孔緩沖液可有效減少熱效應。
常用緩沖液包括：
細菌：1 mM HEPES 或純水；
酵母：1 M 山梨醇 + 1 mM CaCl?；
哺乳動物細胞：無離子 PBS 或 Opti-MEM。
一般建議樣品體積為電擊杯總容量的 80%，防止氣泡形成。
體積過小會增加局部電流密度，容易產生電弧。
細胞密度影響電場分布與導入效率。
原核細胞：1×10? cells/mL；
酵母：1×10? cells/mL；
哺乳動物細胞：1×10?–1×10? cells/mL。
過高密度會導致細胞聚集、局部過熱，過低則信號弱、效率低。
| 參數 | 推薦值 |
|---|---|
| 電壓 | 1800–2500 V |
| 電擊杯 | 0.2 cm |
| 電容 | 25 μF |
| 波形 | 指數衰減波 |
| 時間常數 | 5 ms |
| 電場強度 | 9–12.5 kV/cm |
| 緩沖液 | 去離子水或低鹽 buffer |
| 恢復時間 | 30 min |
| 參數 | 推薦值 |
|---|---|
| 電壓 | 1200 V |
| 電擊杯 | 0.2 cm |
| 電容 | 125 μF |
| 波形 | 指數衰減波 |
| 時間常數 | 7–9 ms |
| 緩沖液 | 1 M 山梨醇緩沖液 |
| 恢復時間 | 60 min |
| 參數 | 推薦值 |
|---|---|
| 電壓 | 400–600 V |
| 電擊杯 | 0.4 cm |
| 波形 | 方波 |
| 脈沖時間 | 8 ms |
| 脈沖次數 | 2 |
| 緩沖液 | 0.5 M 甘露醇溶液 |
| 恢復時間 | 90 min |
| 參數 | 推薦值 |
|---|---|
| 電壓 | 400–800 V |
| 電擊杯 | 0.4 cm |
| 波形 | 方波 |
| 脈沖時間 | 5 ms × 3 次 |
| 間隔 | 1 s |
| 緩沖液 | 無鈣無鎂 PBS |
| 恢復時間 | 1–2 h |
逐步增加電壓，每次提升 100–200 V，觀察導入率與存活率變化。找到最佳平衡點。
若時間常數太短，延長電容或提高電阻；若時間過長，降低電容或增大放電速率。
在 4 ℃ 下操作可減輕電擊熱效應，提高細胞存活率。
適當調整緩沖液離子濃度（如添加少量甘油）可改善電導性。
對真核細胞使用多脈沖方波模式，可在低電壓下實現高導入效率。
同時調整電壓、電容和波形，通過設計實驗矩陣（DOE 方法）獲得最優組合。
電擊后的細胞應立即轉移至恢復培養基中，以促進膜修復與基因表達。
| 細胞類型 | 恢復介質 | 恢復時間 | 溫度 |
|---|---|---|---|
| 細菌 | SOC 或 LB 培養基 | 30 min | 37 ℃ |
| 酵母 | YPD + 山梨醇 | 1 h | 30 ℃ |
| 植物原生質體 | 0.5 M 甘露醇溶液 | 2 h | 25 ℃ |
| 哺乳動物細胞 | 完全培養基 | 1–2 h | 37 ℃，5% CO? |
恢復期的溫度與時間對細胞活性和導入分子穩定性有顯著影響，應嚴格控制。
| 問題 | 原因分析 | 調整建議 |
|---|---|---|
| 電弧放電 | 樣品含鹽、氣泡或電壓過高 | 降低電壓，使用低鹽緩沖液 |
| 轉化效率低 | 電壓不足、時間短或細胞狀態差 | 提高電壓或延長脈沖 |
| 細胞死亡率高 | 電場強度過大、脈沖次數多 | 減小電壓或減少脈沖數 |
| 時間常數異常 | 樣品導電性變化 | 更換緩沖液或調整電容 |
| 重復性差 | 環境溫度變化或樣品不均 | 保持樣品一致性 |
165-2660 儀器可實時顯示放電結果：
電壓輸出值
時間常數 τ
能量釋放百分比
樣品電阻
這些數據可作為驗證實驗條件是否達標的重要參考。
建議記錄每次實驗數據，建立參數數據庫，用于后續分析與優化。
操作前確保 ShockPod 蓋鎖閉合。
使用低導電性緩沖液，防止電弧。
放電結束后等待 “COMPLETE” 提示再取出電擊杯。
操作時避免接觸金屬部件與液體。
定期清潔電極與電擊槽，保持絕緣良好。
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